IntroductionIl est globalement admis, à l'heure actuelle, que si le spermatozoïde a une morphologie acceptable, associée à une certaine mobilité, son pouvoir d'assurer un développement embryonnaire à terme est bon. La micro-injection intracytoplasmique a eu tendance à conforter cette analyse. Bien qu'un certain nombre de méthodes aient été développées afin d'évaluer l'intégrité de l'ADN paternel, ces essais n'ont généralement pas été associés à des études pronostiques ou diagnostiques. De fait, la structure de la chromatine est excessivement variable d'un individu à l'autre. Et, indépendemment du processus de fécondation, il est dorénavant très clair que les anomalies du génôme paternel ont des effets négatifs sur les échecs du développement embryonnaire (Sakkas et al. 1999, Mortimer 2000, Sakkas et Tomlinson 2000) Origine des anomaliesDes stress environnementaux et/ou physiologiques, des mutations génétiques et des anomalies chromosomiques peuvent intervenir. On peut globalement dégager 2 types d'indications. Des phénomènes apoptotiques et/ou nécrotiques et des perturbations liées aux radicaux libres. Ces problèmes peuvent intervenir pour des spermes à motilité correcte. Les techniques d'évaluationSix techniques peuvent être utilisées : Le COMET, le TUNEL, le NT (« nick translation »), Le SCSA, l'Acridine Orange test et le dosage des dérivés oxydés de la Deoxyguanine. Le COMET Il s'agit d'une électrophorèse des spermatozoïdes ayant été préalablement lysés en milieu fortement alcalin. L'ADN est révélé avec un colorant fluorescent. L'intensité de la fluorescence et la longueur de la queue de la comet sont corrélées au niveau de fragmentation. Le traitement alcalin peut artificiellement dégrader l'ADN et induire une surestimation de la fragmentation. Le TUNELIl permet de quantifier l'incorporation d'UTP (doxyuridine triphosphate). L'incorporation se situe au niveau des cassures de l'ADN et permet de quantifier les niveaux de cassure. La quantification peut être réalisée par cytometrie de flux et en fluorescence. Le NT Il quantifie également l'incorporation d'UTP biotine. Il permet de quantifier les niveaux de cassure de l'ADN (Sakkas et al. 1996, Manicardi et al. 1995). Des niveaux élevés de cassure affectent le développement embryonnaire (Sakkas et al. 1996). Le type de cassure détécté par cette méthode est assez fortement corrélé aux effets des radicaux libres. L'AO Acridine Orange test : Il mesure la dénaturation de l'AND en quantifiant la dérive de la fluorescence du vert (ADN natif) vers le rouge (ADN dénaturé). La quantification est trop approximative pour en faire un test fiable. Le SCSA (Sperm Chromatin Structure Assay)Il s'agit d'une technique de cytométrie de flux, utilisée depuis de nombreuses années (Evenson et al., 1980, Evenson et al., 2002). Il utilise également l'acridine orange après dénaturation acide de l'ADN. L'étude est globalement réalisée sur 5 000 spermarozoïdes, la cytométrie de flux permet une quantification. 8OHDG et 8 oxoDG De nombreux auteurs ont corrélé l'infertilité masculine et le taux de 8OH DG et 8 oxoDG (Shen et Ong 2000). Il s'agit des composés oxydés de l'ADN après action des radicaux libres. Les dédivés oxygénés ont 3 points d'impact négatifs. Tout d'abord ils coupent le(s) brin(s) d'ADN, secondairement ceci relâche la structurée protéine-ADN, enfin après reparation de l'ADN après fécondation il peut se produire des modifications en remplaçant G-C par A-T avec possibilité de mutation génétique impliquant Serine, Proline, threonine, Alanine. Le dosage est réalisé par chromatographie haute pression et détection éléctrochimique. Nous avons privilégié les 2 dernières techniques SCSA et valeurs usuelles du spermogramme La valeur critique du SCSA est DFI supérieur ou égal à 30 % (Evenson et al., 2002). Nous avons analysé la relation entre mobilité, numération et trajets directs en fonction du DFI sur 3 groupes de patients : 0-15 %, 15-30 %, > 30 %. Il existe une faible corrélation entre DFI et numération(rho = –0,34), de même qu'entre DFI et mobilité (rho = – 0,41). La corrélation avec les trajets directs est rho = – 0,37. Il n'existe pas de corrélation entre DFI et pourcentage de fécondation et pas non plus entre DFI et segmentation (4 cellules). Nous avons étudié la relation entre DFI et formation de blastocyste. Il apparaît encore une fois que cette valeur de 30 % soit critique. Alors que nous n'avons pas trouvé de différences dans le taux de transfert pour les valeurs de DFI de 0 à 15 % et 15-30 %, au-delà de 30 % le taux de transfert chute à 50 %. Par ailleurs, les taux de grossesse par transfert, voisins de 42 % pour les valeurs de DFI inférieure à 30 %, deviennent nuls pour DFI > 30 %. La valeur limite actuelle pour laquelle nous avons une grossesse évolutive est 27 %. Il existe une corrélation entre la fragmentation testée par le SCSA et le ratio 8OhdG/dG. ConclusionIl est maintenant évident que l'analyse de la structure de l'ADN humain a une place incontournable. Il est absolument évident que les résultats observés par Ahmadi and Ng (1999) chez la souris se superposent à nos observations associées aux groupes travaillant sur le SCSA. Une fragmentation élevée de l'ADN des spermatozoïdes. 1. n'implique pas une chute des taux de fécondation et de clivage précoce ; 2. entraîne une baisse de la formation des blastocystes ; 3. les blastocystes ainsi obtenus s'implantent faiblement ; 4. le potentiel de développement à terme des embryons implantés est faible ou nul. Ceci est différent de ce qui avait pu etre constaté dans la relation formation de blastocyste et paramètres classiques du spermogramme (Janny et Ménézo 1994) La fragmentation de l'ADN des spermatozoides n'est pas nécessairement corrélée à des paramètres péjoratifs de numération, de mobilité et même de morphologie. Les observations obtenues quant la chute des taux d'implantation par blastocyste transféré après un ou plusieurs échecs de transfert de blastocyste sont en faveur de la sélection d'une sous-population de couples pour lesquels la fragmentation de l'ADN du sperme est probablement élevée. Il semble par ailleurs plus que prudent de recommander une analyse de fragmentation d'ADN du sperme avant tout don d'ovocyte. Bibliographie[1] AHMADI A., Ng SC. 1999 Fertilizing ability of DNA damaged spermatozoa. J Exp Zool, 284: 696-704. [2] EVENSON D, DARZYNKIEWICZ Z, MELAMED M. 1980 Relation of mammalian sperm chromatin heterogeneity to fertility. Sciences, 210: 1131-1133. [3] EVENSON D, LARSON K, JOST L. 2002 The sperm chromatin structure assay (SCSA): clinical use for detecting sperm DNA fragmentation related to male infertility and comparison with other techniques. J. Androl., 23: 25-43. [4] JANNY L, MéNéZO Y 1994. Evidence for a strong paternal effect on human preimplantation embryo development and blastocyst formation. Mol. Reprod. Dev., 38: 36-42. [5] MANICARDI G, BIANCHI P, PANTANO S et al. 1995 Presence of endogenous nicks in DNA of ejaculated human spermatozoa and its relationship to chromomycin A3 accessibility Biol. Reprod, 52: 864-867. [6] SAKKAS D, MARIETHOZ E, ST JOHN JC 1999. Abnormal sperm parameters in humans are indicative of an abortive apoptotic mechanism linked to fas-mediated pathway. Exp Cell Res., 251: 350-355. [7] SAKKAS D, TOMLINSON M 2000. Asessment of sperm competence. Seminars in Reprod. Med, 18: 133-139 [8] SAKKAS D, URNER F, BIANCHIP et al. 1996. Sperm chromatin anomalies can influence decondensation after cytoplasmic sperm injection Human reprod, 11 :837-843. [9] SHAPIRO BS, RICHTER KS, HARRIS DC, DANESHMAND ST 2001. Dramatic declines in implantation and pregnancy rates in patients who undergo repeated cycles of in vitro fertilization with blastocyst transfer after one or more failed attempts. Fertil. Steril, 76: 538-542. [10] SHEN H, ONG C. 2000 Detection of oxidative damage in humaan sperm and its association with sperm function and male infertility. Free radic Biol Med, 28: 529-536. |
